Feline Leishmaniose mit Schwerpunkt auf Augenmanifestation: ein Fallbericht

Parasites & Vectors Band 16, Artikelnummer: 161 (2023) Diesen Artikel zitieren

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In Europa wird feline Leishmaniose häufig durch Leishmania infantum verursacht. Über die Pathogenese, Augenmanifestationen und Langzeitbeobachtungen bei Katzen mit Leishmaniose liegen nur wenige Erkenntnisse vor.

Eine 6-jährige weibliche, kastrierte Europäisch-Kurzhaar-Katze wurde zwei Jahre vor ihrem ersten klinischen Auftreten aus Spanien nach Deutschland importiert. Die Katze zeigte Lethargie, Gewichtsverlust, ulzerative Läsionen an den Vorderbeinen und eine hochgradige chronische Uveitis. Die Diagnose einer L. infantum-Infektion basierte auf dem zytologischen Befund von Amastigoten in Hautläsionen, einer positiven qPCR von EDTA-Blut und einer positiven PCR einer Zytobürstenprobe aus der Bindehaut. Zu den unterstützenden Ergebnissen gehörten eine positive Serologie durch IFAT, eine Serumproteinkapillarelektrophorese mit Peaks in Alpha2- und Gammaglobulinschnitten und eine deutliche Erhöhung der SAA. Aufgrund von Blindheit, Glaukom und hochgradiger Uveitis musste am 288. Tag eine Enukleation beider Augen durchgeführt werden. Histologisch wurden hohe Zahlen von Leishmania spp. Amastigoten wurden in Histiozyten gefunden. IFAT und PCR waren im Kammerwasser beider Augen positiv. Die Tests auf das Katzenleukämievirus-Antigen und den Katzen-Immundefizienzvirus-Antikörper waren positiv. Die hämatologischen und biochemischen Ergebnisse zeigten eine leichte Leukozytose mit Lymphozytose, Monozytose und Eosinopenie sowie einen deutlichen Anstieg von SAA und Hyperglobulinämie. Die Katze wurde mit Allopurinol behandelt, reagierte gut und war bei der Nachuntersuchung am Tag 288 nach der ersten Vorstellung noch am Leben. Aufgrund des refraktären Glaukoms und der Uveitis war jedoch eine Enukleation erforderlich.

Zum ersten Mal wurde bei Katzen ein okulärer Nachweis von Leishmania-IgG-Antikörpern im Kammerwasser beider Augen nachgewiesen. Es liegen nur begrenzte Kenntnisse über die Pathogenese, Behandlungsmöglichkeiten und Ergebnisse bei mit L. infantum infizierten Katzen vor. Dieser Fallbericht stützt die Hypothese, dass eine Immunsuppression das Risiko klinischer Anzeichen einer Leishmaniose bei Katzen erhöht. Alpha2- und Gammaglobulin-Peaks in der Serumprotein-Kapillarelektrophorese sind unterstützende Kriterien für die Diagnose einer L. infantum-Infektion. SAA ist für die Überwachung wertvoll. In der Augenheilkunde können Uveitis und Glaukom eine schlechte Prognose haben.

In Europa wird feline Leishmaniose im Mittelmeerraum am häufigsten durch Leishmania infantum verursacht [1,2,3,4]. Im Allgemeinen gilt Leishmaniose als eine weltweit auftretende Krankheit mit Phlebotomin-Sandmücken als primären Überträgern und Hunden als Haupterregerreservoir, während Katzen in endemischen Ländern Zufallswirte sind [5, 6]. Neben der Vektorübertragung wurden Bluttransfusionen [2, 7, 8, 9, 10], vertikale Übertragungen [11], Bisswunden [12] und Geschlechtsübertragungen [13] als weitere potenzielle Infektionsquellen bei Katzen und Hunden vorgeschlagen .

Zu den häufigsten klinischen Manifestationen bei Katzen gehören dermatologische Symptome wie Haut- und Schleimhautläsionen [4, 14, 15] und ophthalmologische Symptome wie Bindehaut-, Hornhaut-, Uveal- und Netzhautläsionen [1, 4, 16, 17] sowie andere -spezifische Anzeichen wie Lethargie, Anorexie und Gewichtsverlust [1, 4]. Feline Leishmaniose wird am häufigsten bei erwachsenen Katzen mit einem Durchschnittsalter von 7 Jahren berichtet [18]. Ein geschwächtes Immunsystem scheint Katzen für die Entwicklung klinischer Symptome zu prädisponieren, beispielsweise gleichzeitige FIV- und/oder FeLV-Infektionen, Neoplasien, immunvermittelte Erkrankungen und die Behandlung mit immunsuppressiven Medikamenten wie Kortikosteroiden [4]. Katzen mit Leishmaniose und klinischen Symptomen weisen normalerweise ein hohes Maß an Parasitämie und Hyperglobulinämie auf, während ihre Antikörperwerte niedrig oder hoch sein können [19].

Zur Diagnostik stehen direkte (PCR, Zytologie, Histologie, Immunhistochemie, Kultur) und indirekte Nachweismethoden (IFAT, Western Blot, direkter Agglutinationstest) zur Verfügung [18]. Informationen zu Behandlungsmöglichkeiten bei Katzen sind minimal und basieren auf Einzelfallberichten [15, 20,21,22,23,24,25]. Die Behandlung von Katzen mit klinischer Leishmaniose erfolgt immer noch empirisch und ist nicht zugelassen, wobei Medikamente zum Einsatz kommen, die normalerweise Hunden verabreicht werden [1, 18, 19].

Der TaqMan® Echtzeit-PCR-Test wurde bei LABOKLIN (Bad Kissingen, Deutschland) durchgeführt; Zyklusschwellenwerte (cq) < 35 wurden als positiv gewertet. Jeder PCR-Lauf umfasste eine Negativ- und eine Positivkontrolle sowie eine Extraktionskontrolle in jeder Probe, um die Nukleinsäureextraktion und PCR-Hemmung zu überprüfen (DNA/RNA Process Control Detection Kit, Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, Deutschland). Test auf Leishmania spp. mittels PCR wurde unter Verwendung von EDTA-Blut, Kammerwasser und einer aus der Bindehaut entnommenen Zytobürstenprobe (Ziel: Kinetoplasten-Minicircle-DNA; Primer: 5ʹ – AAC TTT TCT GGT CCT CCG GGT AG – 3ʹ, 5ʹ – ACC CCC AGT TTC CCG CC) durchgeführt –3ʹ; Sonde: 5ʹ –FAM –AAA AAT GGG TGC AGA AAT –NFQMGB –3ʹ [26]). Test auf Hepatozoon spp. (Ziel: 18S rRNA; Primer: 5ʹ – AAC ACG GGA AAA CTC ACC AG – 3ʹ, 5ʹ – CCT CAA ACT TCC TCG CGT TA – 3ʹ; Sonde: 5ʹ – FAM – TCA CCC TAT TTA GCA GGT TAA GGT CTC GT – BBQ —3ʹ; eigene Methodik), Dirofilaria spp. (Ziel: 5.8S rDNA, Primer: 5ʹ – AGT GCG AAT TGC AGA CGC ATT GAG – 3ʹ, 5ʹ – AGC GGG TAA TCA CGA CTG AGT TGA- 3ʹ; Sonde: 5ʹ – FAM – TGA GCA CAA AGA TTT CGA AYG CAC ATT G-BHQ1-3ʹ [27]), Rickettsia spp. (Ziel: 23S rRNA; Primer: 5ʹ – AGC TTG CTT TTG GAT CAT TTG G- 3ʹ, 5ʹ – TTC CTT GCC TTT TCA TAC ATC TAG T – 3ʹ; Sonde: 5ʹ – FAM – CCT GCT TCT ATT TGT CTT GCA GTA ACA CGC CA – BHQ-1 – 3ʹ [28]) und Bartonella henselae (Ziel: Alr-gcvP IGS, Primer: 5ʹ – GAG GGA AAT GAC TCT CTC AGT AAA A – 3ʹ, 5ʹ – TGA ACA GGA TGT GGA AGA AGG – 3ʹ ; Sonde: 5ʹ – FAM – CAG CCA AAT ATA CGG GCT ATC CAT CAA – BHQ-1 – 3ʹ [29]) wurde jeweils an EDTA-Blut durchgeführt. PCR-Test auf Calicivirus (Ziel: ORF1; Primer: 5ʹ-GTT GGA TGA ACT ACC CGC CAA TC—3ʹ, 5ʹ—CAT ATG CGG CTC TGA TGG CTT GAA ACT G—3'; Sonde: 5ʹ-FAM—TCG GTG TTT GAT TTG GCC TG-BHQ-1-3ʹ [30]) wurde an einem Mundabstrich durchgeführt.

Für den serologischen Nachweis von Leishmania spp. wurden ELISA-Tests (NovaTec VetLine Leishmania ELISA, Immundiagnostica GmbH, > 11 LE positiv) und IFA-Tests (MegaFLUO® LEISH, MegaCor Diagnostik GmbH, Hörbranz, Österreich; > 1:64 positiv) im Serum verwendet bzw. wässriger Humor. Bei der IFA-Untersuchung von Serum bei LABOKLIN wurden Antikörper gegen Ehrlichia spp. nachgewiesen. durch MegaFLUO® EHRLICHIA canis (MegaCor Diagnostik GmbH, Hörbranz, Österreich; ≥ 1:40 positiv) und für Rickettsia spp. durch RICKETTSIA CONORII IFA SLIDE (Viracell, Granada, Spanien; > 1:128 positiv) auf Serum. Die Tests auf FIV wurden mit dem NovaTec VetLine Feline Immunodeficiency Virus ELISA und auf FeLV-Antigen mit dem NovaTec VetLine Feline Leukemia Virus Antigen ELISA (NovaTec Immundiagnostica GmbH, Dietzenbach, Deutschland) am Serum bei LABOKLIN durchgeführt. Die Western-Blot-Analyse auf FIV aus Serum wurde im Klinischen Labor, Abteilung für Klinische Diagnostik und Dienstleistungen der Vetsuisse-Fakultät (Universität Zürich, Schweiz) durchgeführt und galt als positiv, wenn zwei Banden mit einem Molekulargewicht von 15.000 (p15) und 24.000 ( p24) Dalton waren jeweils auf dem Blotstreifen erkennbar.

Eine 6 Jahre alte, kastrierte Europäisch-Kurzhaar-Katze wurde mit Lethargie, Gewichtsverlust (2,8 kg Körpergewicht, Body-Condition-Score 2/9 [31]), Augenausfluss (Abb. 1A) und fokale ulzerative Läsionen an den Vorderbeinen (Abb. 1B, C). Die Katze war vor zwei Jahren aus Spanien nach Deutschland importiert worden und wurde in Deutschland im Haus gehalten. Bei der ersten Vorstellung nach dem Import kam es zunächst zu einer mittelschweren ulzerativen Gingivitis und häufigem Niesen. Die Katze wurde im PCR-Test positiv auf Calicivirus getestet, was auf eine Katzengrippe hindeutet. Ein Jahr später verschlimmerten sich die Atemwegsbeschwerden und es wurde eine Endoskopie des Nasennebenhöhlenspiegels durchgeführt, die zur Diagnose einer chronischen Rhinitis führte. Die Katze wurde mit Doxycyclin (Doxybactin® 50 mg Tabletten, Dechra, 10 mg/kg einmal täglich oral), Meloxicam (Metacam® 0,5 mg/ml Suspension zur Anwendung bei Katzen, Boehringer-Ingelheim, 0,1 mg/kg einmal täglich oral) behandelt. und inhaliertes Dexamethason (50 ml Dexamethason 2 % mit 500 ml Natriumchlorid) zur Linderung klinischer Symptome. Drei Monate nach Beginn der Kortikosteroidbehandlung bemerkte der Besitzer ulzerative Läsionen an beiden Vorderbeinen sowie eine Hornhauttrübung (Abb. 1A–D). Die Katze wurde erneut in die Kleintierpraxis von Dr. Fritz Gräßer (Großostheim, Deutschland) gebracht. Der Zeitpunkt dieser erneuten Präsentation wird im folgenden Artikel als Tag 0 definiert. Eine allgemeine Untersuchung ergab einen Nasenstridor und eine hochgradige ulzerative Gingivitis. Von ulzerativen Läsionen auf der Rückseite der Handwurzelgelenke wurden Abstriche entnommen und zur zytologischen Untersuchung geschickt. Der Rest der allgemeinen Untersuchung war unauffällig (d. h. Rektaltemperatur 38,8 °C; Pulsfrequenz 148/min, keine Lymphadenomegalie).

Eine 6 Jahre alte kastrierte Europäisch-Kurzhaar-Katze, die aus Spanien nach Deutschland importiert wurde, wurde positiv auf Leishmania spp. getestet. zu PCR, Antikörper-ELISA und IFAT. A Erstvorstellung mit Nasenstridor, Augenausfluss und kleiner ulzerativer Läsion an der Schnauze. B Ulzerative Läsion an der linken Handwurzel bei Erstvorstellung. C Ulzerative Läsion an der rechten Handwurzel bei Erstvorstellung. D Hornhauttrübung im rechten Auge bei der ersten Vorstellung. E Präsentation am 29. Tag nach Beginn der Behandlung mit Allopurinol. F und G Am 29. Tag nach Beginn der Behandlung mit Allopurinol heilten die ulzerativen Läsionen an beiden Vorderbeinen ab

Eine augenärztliche Untersuchung in einem Fachzentrum (Tierärztliches Augenzentrum in Frankfurt-Kalbach, Deutschland) ergab eine negative Bedrohungsreaktion im rechten und eine positive Reaktion im linken Auge. Der Blendreflex war auf beiden Augen positiv. Die Pupillenlichtreaktion war in keinem Auge erkennbar; Dyskorie und hintere Synechie waren vorhanden. Die Rebound-Tonometrie (Icare® TONOVET, Helsinki, Finnland) wurde zur Messung des Augeninnendrucks verwendet und ergab 7 mmHg bzw. 4 mmHg für das rechte und linke Auge. In der Hornhaut des rechten Auges wurde mit einer Spaltlampe (Kowa SL-15L, Kowa, Japan) eine zentrale fokale Erosion mit einem Durchmesser von 2 mm, begleitet von einem leichten diffusen Ödem, beobachtet. Sie stellten auch das Vorhandensein von Keratniederschlägen vor allem in der ventralen Hälfte der Hornhaut sowie Fibringerinnsel in der Vorderkammer beider Augen fest. Mit einem indirekten Ophthalmoskop (Heine Omega 500 LED, Heine Optotechnik GmbH & Co. KG, Gilching, Deutschland) war der Augenhintergrund im rechten Auge nicht sichtbar und im linken Auge unauffällig. Die Zytologie einer Zytobürstenprobe mittels Diff-Quik-Romanowsky-Färbung bei LABOKLIN ergab eine mäßige Entzündung, die von Makrophagen dominiert wird. Darüber hinaus waren eine geringe Anzahl an Neutrophilen und eine mäßige Anzahl an extrazellulären kokkoiden Bakterien vorhanden. Es gab keine zytologischen Hinweise auf Leishmania amastigotes. Die Untersuchung der Zytobürste auf Leishmania spp. durch PCR war positiv.

Es wurden ein vollständiges Blutbild (CBC; ADVIA 2120i, Siemens Healthineers), ein biochemisches Profil einschließlich SAA (Cobas 8000, Roche), symmetrisches Dimethylarginin (SDMA, manueller Enzymimmunoassay) und eine Serumproteinkapillarelektrophorese (Sebia Minicap, Sebia) durchgeführt aus. Das Screening auf durch Vektoren übertragene infektiöse Krankheitserreger wurde mithilfe eines „Feline Travel Profile“ (PCR: Hepatozoon spp. und Dirofilaria spp.; IFAT aus Serum: Ehrlichia spp., Leishmania spp. und Rickettsia spp.) mit zusätzlichen Tests auf Leishmania spp. durchgeführt. durch quantitative PCR-Tests. Die Urinanalyse (Cobas u601, Roche) wurde bei LABOKLIN (Bad Kissingen, Deutschland) durchgeführt, einschließlich der Mikroskopie des Urinsediments und des Protein-Kreatinin-Verhältnisses im Urin (UPC, Cobas 8000, Roche).

Die Hämatologie ergab eine leichte Leukozytose mit leichter Lymphozytose, leichter Monozytose, Eosinopenie, leichter Retikulozytose und leichter Thrombozytopenie (Tabelle 1). Das biochemische Profil zeigte eine leichte Hyperglobulinämie, einen deutlichen Anstieg der SAA, einen leichten Anstieg der Triglyceride und des Cholesterins, eine leichte Hyperkaliämie und eine verringerte Eisenkonzentration (Tabelle 1). Die Serumproteinelektrophorese zeigte polyklonale Peaks in den Alpha2- und Gamma-Abschnitten (Zusatzdatei 1). Die Tests auf FeLV-Antigen, FIV-Antikörper und FIV-Western-Blot waren positiv. Im „Katzen-Reiseprofil“ war IFAT für L. infantum mit einem Titer von 1:4096 und für Rickettsia mit einem Titer von 1:256 positiv; Die Tests auf alle anderen im Panel enthaltenen Krankheitserreger waren negativ. Eine quantitative Leishmania spp. Die PCR war positiv mit 786 Leishmanien/ml Blut. Die Zytologie mittels Diff-Quik-Romanowsky-Färbung ergab eine hohe Anzahl intra- und extrazellulärer Amastigoten (Abb. 2A). PCR-Test auf Rickettsia spp. und Bartonella henselae war negativ.

Eine Zytologie ulzerativer Läsionen bei einer aus Spanien nach Deutschland importierten 6-jährigen Europäisch-Kurzhaar-Katze mit granulomatöser Entzündung und hoher Anzahl intra- und extrazellulärer Amastigoten von Leishmania spp. B Hochgradige lymphohistiozytäre Iridozyklitis bei einer 6-jährigen Katze mit feliner Leishmaniose, Hämatoxylin-Eosin-Färbung, Balken 500 µm. C Intraokulare lymphohistiozytäre Entzündung mit intrazellulärer Leishmania spp. Amastigoten (schwarze Pfeile) bei einer 6-jährigen Katze mit feliner Leishmaniose (Hämatoxylin-Eosin-Färbung, gemäß den Standardoperationsanweisungen im LABOKLIN-Labor, Bad Kissingen, Deutschland), Balken 10 µm

Aufgrund der ophthalmologischen Manifestationen wurde am 75. Tag zusätzlich Ketorolac-Trometamol und nach Abheilung der Hornhauterosion Prednisolonacetat verordnet (Tabelle 2). Eine qPCR am Tag 96 ergab einen Anstieg der Leishmanien im Blut auf 238 pro Milliliter vor dem Hintergrund einer leichten Leukozytose mit Lymphozytose und Monozytose, was möglicherweise auf eine Entzündung aufgrund des immunsuppressiven Medikaments hinweist. Folglich wurde die Allopurinol-Dosis auf 25 mg BID PO verdoppelt, woraufhin die Anzahl der nachweisbaren Leishmanien am Tag 196 auf 11 Leishmanien/ml Blut sank, wobei SAA im Referenzbereich lag. Am 288. Tag wurde die Katze vorgestellt, da an beiden Augen ein Glaukom und eine Enukleation durchgeführt werden musste. SAA zeigte einen leichten Anstieg und im quantitativen PCR-Test wurden 49 Leishmanien/ml Blut nachgewiesen (Tabelle 2).

Nach der Enukleation wurde bei LABOKLIN (Bad Kissingen, Deutschland) eine histopathologische Untersuchung beider Augen durchgeführt. Beide Augen wurden fixiert in 10 % neutral gepuffertem Formalin verschickt. Makroskopisch war die Hornhaut getrübt. Das Kammerwasser war milchig, der Glaskörper des Auges war nicht vollständig transparent und die Netzhaut war in beiden Augen weitgehend abgelöst. Repräsentative Schnitte wurden routinemäßig in Paraffinwachs eingebettet und die Objektträger wurden mit Hämatoxylin und Eosin gefärbt. Mikroskopisch kam es zu einer schweren Zerstörung der inneren Augenorgane, begleitet von einer starken Infiltration vorwiegend von Lymphozyten, Histiozyten und in geringerem Maße von Neutrophilen (Abb. 2B). Es bestand eine schwere Panuveitis (Iridozyklitis mit Infiltration der Hornhaut, Chorioretinitis mit ausgedehnter Netzhautablösung). Viele Leishmania spp. Amastigoten wurden multifokal in den Histiozyten nachgewiesen (Abb. 2C). Der Kammerwasserraum beider Augen wurde von Leishmania spp. getestet. qualitative PCR (positiv, cq in beiden Augen < 15), Leishmania spp. IFAT (rechtes Auge: 1:1024, linkes Auge: 1:512) und Leishmania spp. ELISA (rechtes Auge: 15,1 LE, linkes Auge: 15,3 LE). Außer einer gemischten Entzündung in der Zytologie wurden keine Leishmania spp. gefunden. Amastigoten wurden in nativen und zytozentrifugierten Objektträgern nachgewiesen, die jeweils mit der Diff-Quik-Romanowsky-Färbung gefärbt waren.

Die Diagnose einer felinen Leishmaniose wurde auf der Grundlage des molekularen Nachweises von Leishmania spp. gestellt. und unterstützt durch den serologischen, zytologischen und histologischen Nachweis des Erregers. Darüber hinaus kam es zu einer chronischen Uveitis und Synechie, Rhinitis und ulzerativen Hautveränderungen.

Die Urinanalyse wurde am Tag 66 nach der ersten Vorstellung durchgeführt und ergab ein spezifisches Gewicht von 1030 g/l, einen pH-Wert von 8,0 und einen UPC-Wert von 0,1. Es bestand eine leichte Proteinurie (+); alle anderen Parameter waren unauffällig.

Nach der Diagnose einer felinen Leishmaniose wurde die Anwendung von Allopurinol (12,5 mg zweimal täglich oral) verordnet. Die Katze war sowohl am 48. als auch am 66. Tag insgesamt in einem guten Zustand und nahm an Gewicht zu (3,0 kg am 48. Tag; 3,3 kg am 66. Tag). Die Gingivitis verbesserte sich auf einen leichten bis mittelschweren Schweregrad und die anfangs beobachteten ulzerativen Läsionen waren am 48. Tag minimal (Abb. 1E–G) und am 66. Tag nicht mehr sichtbar. Hämatologische Anomalien am Tag 0 bis Tag 288 sind in Tabelle 2 aufgeführt. Bezüglich Biochemie, leichte Hyperglobulinämie und Eisenmangel waren am 48. Tag immer noch vorhanden, während SAA nur leicht erhöht war. Am Tag 66 wurden eine leichte Hyperproteinämie mit mäßiger Hyperglobulinämie, ein leichter Anstieg von Glutamatdehydrogenase (GLDH), SAA und Cholesterin sowie eine verringerte Eisenkonzentration festgestellt (Tabelle 1).

Die Leishmania spp. Der IFAT-Titer war immer noch positiv, sank jedoch am 48. bzw. 66. Tag auf 1:512 bzw. 1:1024. Eine quantitative Leishmania spp. Die PCR ergab 191 Leishmanien/ml Blut am Tag 48 und 1 Leishmanien/ml Blut am Tag 66 (Tabelle 1). Zusätzlich zu den IFA-Tests wurde eine Leishmania spp. Der ELISA wurde mit dem Serum ab Tag 96 durchgeführt (Tag 96: IFAT 1:512, ELISA 23,7 LE; Tag 196: IFAT 1:256, ELISA 14,7 LE; Tag 288: IFAT 1:256, ELISA 12,9 LE).

Nach bestem Wissen der Autoren ist dies der erste Fallbericht, der Leishmania-IgG-Antikörper im Kammerwasser von Katzen nachweist. Bei Wildkaninchen aus Griechenland ergab der Antikörpernachweis im Kammerwasser eine 100-prozentige Spezifität, jedoch eine verringerte Empfindlichkeit im Vergleich zum Serum [32]. Dies deutete darauf hin, dass Kammerwasser in epidemiologischen Studien zur Bestätigung der Exposition auf Bevölkerungsebene von Bedeutung ist, wurde jedoch so interpretiert, dass es auf individueller Ebene nur einen geringen diagnostischen Wert hat. Antikörper im Kammerwasser konnten aufgrund einer erhöhten Durchlässigkeit der Blut-Wasser-Schranke oder der lokalen Antikörperproduktion nachgewiesen werden, insbesondere verursacht durch Mikroorganismen, die an der Pathogenese der Uveitis beteiligt sind [33, 34]. Bei Hunden mit Uveitis und Nachweis von Leishmania-IgG-Antikörpern im Kammerwasser wurden höhere IgG-Spiegel in Augenproben im Vergleich zum Antikörperspiegel im Serum oder sogar in Abwesenheit von Leishmania-IgG-Antikörpern in Serumproben nachgewiesen [35, 36].

In einem Fallbericht wurde eine Verbesserung der Augensymptome nach 6-monatiger Behandlung mit Allopurinol (10 mg/kg zweimal täglich oral) bei einer L. infantum-Infektion bei einer Katze aus Brasilien beschrieben [25]. Zytologisch wurde eine gemischte Entzündung diagnostiziert [25], ähnlich der in diesem Fallbericht beschriebenen Katze. In einem anderen Fallbericht wurde 2 Monate nach Beginn der Allopurinol-Therapie in Kombination mit Prednisolon, Dorzolamid und Timolol eine Verbesserung der Augen beobachtet [21]. Nach bestem Wissen der Autoren hat keine Studie die Wirkung von Allopurinol auf intraokulare Entzündungen aufgrund einer Infektion mit Leishmania spp. untersucht, und es bleibt unklar, warum sich die ophthalmologischen Symptome bei unserer Katze verschlechterten und eine Enukleation notwendig wurde. Allerdings gilt die okuläre Manifestation der Leishmaniose bei Katzen als selten, insbesondere im Vergleich zu Hunden. Es ist bekannt, dass bei der Leishmaniose des Hundes häufig Augenmanifestationen auftreten und Komplikationen in den betroffenen Geweben zur Erblindung führen können. Bei 53 mit L. infantum infizierten Hunden, die Augen- und Periokularläsionen aufwiesen, waren die wichtigsten ophthalmologischen Befunde Keratokonjunktivitis (72 %), Hyperplasie der konjunktivalen Lymphfollikel (55 %), Blepharitis (51 %) und Uveitis (21 %) [37]. Interessanterweise wurde bei 74 % der infizierten Hunde ein okulärer Nachweis von L. infantum-IgG-Antikörpern beobachtet [37], was auch bei unserer Katze nachgewiesen wurde. Insbesondere bei Hunden mit Uveitis wurden hohe Antikörperspiegel festgestellt, wie sie auch bei unserer Katze mit 1:512 bzw. 1:1024 im IFA-Test im Kammerwasser beider Augen nachgewiesen wurden.

Berichte über feline Leishmaniose betreffen am häufigsten erwachsene Katzen (durchschnittlich 7 Jahre alt) aus endemischen Ländern, insbesondere im Mittelmeerraum [18, 19], was gut zu unserer aus Spanien importierten 6-jährigen Katze passt, die ebenfalls positiv auf FeLV und FIV getestet wurde . Klinische Leishmaniose bei Katzen ist Berichten zufolge mit einer beeinträchtigten Immunantwort verbunden, die durch Infektionen wie FeLV oder FIV oder durch eine immunsuppressive Behandlung verursacht werden kann [2, 4, 7, 38, 39, 40, 41]. Sowohl der Beginn der klinischen Symptome (d. h. Tag 0) als auch der Rückfall am Tag 96 waren mit der lokalen Verabreichung von Immunsuppressiva verbunden (Tabelle 2).

Bei dieser Katze wurden dermatologische und ophthalmologische Anzeichen einer felinen Leishmaniose festgestellt. Haut- oder Schleimhautläsionen sind die häufigsten Manifestationen der felinen Leishmaniose, gefolgt von unspezifischen klinischen Symptomen wie Lethargie, Anorexie und Gewichtsverlust [4], entsprechend den Ergebnissen in diesem Fall. Die ulzerativen Läsionen und die vordere Uveitis der Katze könnten als Folge der Anwendung von Dexamethason aufgetreten sein. Proliferative und ulzerative chronische Entzündungen der Mundhöhle sind ebenfalls mit der felinen Leishmaniose verbunden [4]. Die Gingivitis bei dieser Katze könnte eine Folge ihrer Leishmaniose gewesen sein, was auch die Besserung nach Beginn der Allopurinol-Behandlung erklären könnte. Obwohl selten, wurde über chronische Erkrankungen der oberen Atemwege mit Amastigoten im Nasenausfluss berichtet [16].

In der Histopathologie wurde bei 5/15 Katzen mit feliner Leishmaniose eine diffuse granulomatöse Entzündung in Kombination mit einer hohen Anzahl von Leishmania-Amastigoten nachgewiesen [42]. Im Allgemeinen gehen Läsionen der felinen Leishmaniose meist mit einer hohen Parasitenlast einher, was darauf hindeutet, dass Katzen ein wichtiges Reservoir für Leishmaniose darstellen [42]. Bei zwei der fünf Katzen wurde histopathologisch eine Panuveitis diagnostiziert [42]. In einem anderen Fallbericht wurde ein lokal ausgedehnter Bereich der Dermis in der rechten Ohrmuschel einer Katze mit feliner Leishmaniose entdeckt, der durch viele epitheloide Makrophagen erweitert wurde, die protozoale Amastigoten enthielten und von einem gemischten entzündlichen Zellinfiltrat umgeben waren [43]. Die beschriebenen histopathologischen Befunde stimmen mit der in diesem Artikel beschriebenen Katze überein.

Die Diagnose einer felinen Leishmaniose basiert im Allgemeinen auf molekularen, serologischen, zytologischen oder histologischen Befunden [1]. In einer früheren Studie wurden 50 % der Fälle durch Zytologie diagnostiziert [4]. Die Zytologie ist eine schnelle, kostengünstige und nicht-invasive Diagnosemethode für Leishmaniose, insbesondere bei Katzen. Sie sollte jedoch durch Serologie und PCR bestätigt werden, da für die Diagnose eine Kombination von Tests empfohlen wird [4].

Die nichtregenerative Anämie gilt als eine der häufigsten hämatologischen Anomalien bei der felinen Leishmaniose [4]. In diesem Fall wurde es am 48. Tag festgestellt. Über Hyperglobulinämie ohne Hyperproteinämie wurde häufig berichtet [4], und unsere Ergebnisse stimmen damit überein (Tabelle 1). Die wichtigsten Veränderungen im Proteinogramm von Katzen mit Leishmaniose scheinen ein Anstieg der Alpha-2-Fraktion und eine polyklonale Gammopathie zu sein [44]. Es wurde vermutet, dass diese Anomalien auf eine akute Infektion hinweisen könnten [44], was mit unseren Erkenntnissen übereinstimmt. Es gibt keine Berichte darüber, dass SAA ein potenzieller Marker für eine erfolgreiche Behandlung ist, wie dies beim C-reaktiven Protein bei Hunden der Fall wäre. SAA wurde als nützlicher prädiktiver Indikator für die Prognose unabhängig von der Diagnose vorgeschlagen, in der zugehörigen Studie wurden jedoch keine Katzen mit Leishmaniose eingeschlossen [45]. Bei unserer Katze nahm die SAA-Konzentration mit der Verbesserung der klinischen Symptome und der Verringerung von Leishmanien in der quantitativen PCR ab, was darauf hindeutet, dass dieser Marker einen potenziellen Nutzen haben könnte.

Nach bestem Wissen der Autoren basiert die Behandlung der klinischen Leishmaniose bei Katzen immer noch auf Einzelfallberichten über den Off-Label-Einsatz von Medikamenten, von denen bekannt ist, dass sie bei Hunden wirksam sind [1, 15, 18, 19, 20, 21, 22, 23,24,25]. In einer Literaturübersicht wurden verschiedene Behandlungsprotokolle untersucht, darunter eine Monotherapie mit Allopurinol (5–50 mg/kg ein- oder zweimal täglich oral), Megluminantimonat unter Verwendung verschiedener Protokolle, Miltefosin (2 mg/kg einmal täglich oral über 30 Tage), Fluconazol (5 mg). /kg einmal täglich oral über zwei Monate) und Itraconazol (50 mg/Katze einmal täglich oral über zwei Monate) wurden beschrieben [19]. Zusätzlich Megluminantimonat (50 mg/kg einmal täglich subkutan über 30 Tage) in Kombination mit Allopurinol (10 mg/kg ein- bis zweimal täglich oral), Megluminantimonat (50 mg/kg einmal täglich subkutan über 30 Tage) in Kombination mit Ketoconazol (10 mg/kg einmal täglich oral), verabreicht über drei Zyklen von 4 Wochen Dauer, Allopurinol (10 mg/kg zweimal täglich oral) und Domperidon (0,5 mg/kg einmal täglich oral in zwei Zyklen von 28 Tagen) und Metronidazol ( 25 mg/kg einmal täglich oral) mit Spiramycin (150.000 UI/kg einmal täglich oral) über 35 Tage wurden veröffentlicht [19]. Da in den meisten veröffentlichten Fallberichten Allopurinol als Monotherapie angewendet wurde und bei 21 von 29 Katzen (72 %) eine klinische Besserung eintrat [19], entschieden wir uns für eine Monotherapie mit Allopurinol, wobei wir berücksichtigten, dass über Rückfälle berichtet wurde. Das Ergebnis einer Allopurinol-Therapie bei Katzen kann von keiner Reaktion bis zu einer klinischen Heilung mit einer empfohlenen Dosierung von 10–30 mg/kg oder 100 mg/Katze oral ein- oder zweimal täglich bei Langzeitanwendung reichen [18]. Erhöhte Leberenzyme, akute Nierenschädigung, Koprostase und Toxidermie sind potenzielle Nebenwirkungen von Allopurinol bei Katzen [18, 19], aber bei unserer Katze wurde bisher keine dieser Wirkungen beobachtet. Dies kann auf die relativ niedrige Allopurinol-Dosis zurückzuführen sein (12,5 mg zweimal täglich von Tag 0 bis Tag 96 und 25 mg zweimal täglich ab Tag 96, Tabelle 2). Aufgrund des Risikos einer hämolytischen Heinz-Körper-Anämie [46] bzw. der Notwendigkeit einer subkutanen Anwendung wurde entschieden, Miltefosin oder Megluminantimoniat nicht zu verwenden.

Die Therapieüberwachung umfasst hämatologische und biochemische Untersuchungen, serologische Tests und quantitative PCR-Tests. Katzen mit Leishmaniose weisen in der Regel hohe Antikörperspiegel auf [15, 17, 21, 47], die bei erfolgreicher Behandlung häufig sinken [15, 20, 21]. Dies wurde auch bei unserer Katze nachgewiesen.

Nach bestem Wissen der Autoren ist dies der erste Fallbericht, der auf Augennachweise von L. infantum-IgG-Antikörpern hinweist. Dies könnte jedoch eher von epidemiologischem Interesse sein. Bei Katzen mit Auslandsaufenthalten in Ländern, in denen L. infantum endemisch ist, sollte die feline Leishmaniose als mögliche Differenzialdiagnose in Betracht gezogen werden, insbesondere wenn dermatologische und/oder ophthalmologische Symptome vorliegen. Weitere Studien sind notwendig, um Erkenntnisse über Therapieoptionen und Therapieüberwachung sowie über die mögliche Augenproduktion und den Nachweis von IgG-Antikörpern bei mit L. infantum infizierten Katzen zu gewinnen.

Alle während dieser Studie generierten oder analysierten Daten sind in diesem veröffentlichten Artikel enthalten.

Antikörper-Enzym-Immunoassay

Desoxyribonukleinsäure

Ethylendiamintetraessigsäure

Katzenleukämievirus

Felines Immundefizienzvirus

Indirekter Immunfluoreszenztest

Immunglobulin G

Laborspezifische Einheiten

Polymerase Kettenreaktion

Quantitative Polymerase-Kettenreaktion

Ribosomale Desoxyribonukleinsäure

Ribosomale Ribonukleinsäure

Serum-Amyloid A

Pennisi MG, Cardoso L, Baneth G, Bourdeau P, Koutinas A, Miro G, et al. LeishVet-Update und Empfehlungen zur felinen Leishmaniose. Parasitenvektoren. 2015;8:302.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Attipa C, Papasouliotis K, Solano-Gallego L, Baneth G, Nachum-Biala Y, Sarvani E, et al. Prävalenzstudie und Risikofaktoranalyse ausgewählter bakterieller, protozoaler und viraler, einschließlich vektorübertragener Krankheitserreger bei Katzen aus Zypern. Parasitenvektoren. 2017;10:1

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Baneth G, Nachum-Biala Y, Zuberi A, Zipori-Barki N, Orshan L, Kleinerman G, et al. Eine Leishmaniose-Infektion bei Katzen und Hunden, die gemeinsam in einem Tierheim untergebracht sind, zeigt eine höhere Parasitenlast bei infizierten Hunden, obwohl bei Katzen eine höhere Seroprävalenz vorliegt. Parasitenvektoren. 2020;13:115.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Fernandez-Gallego A, Feo Bernabe L, Dalmau A, Esteban-Saltiveri D, Font A, Leiva M, et al. Feline Leishmaniose: Diagnose, Behandlung und Ergebnis bei 16 Katzen. J Feline Med Surg. 2020. https://doi.org/10.1177/1098612X20902865.

Artikel PubMed Google Scholar

Baneth G, Koutinas AF, Solano-Gallego L, Bourdeau P, Ferrer L. Canine Leishmaniose – neue Konzepte und Erkenntnisse zu einer expandierenden Zoonose: Teil eins. Trends Parasitol. 2008;24:324–30.

Artikel PubMed Google Scholar

Sherry K, Miro G, Trotta M, Miranda C, Montoya A, Espinosa C, et al. Eine serologische und molekulare Studie zur Leishmania infantum-Infektion bei Katzen von der Insel Ibiza (Spanien). Von Vektoren übertragene zoonotische Krankheit. 2011;11:239–45.

Artikel PubMed Google Scholar

Persichetti MF, Solano-Gallego L, Serrano L, Altet L, Reale S, Masucci M, et al. Nachweis vektorübertragener Krankheitserreger bei Katzen und deren Ektoparasiten in Süditalien. Parasitenvektoren. 2016;9:2

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Brianti E, Falsone L, Napoli E, Gaglio G, Giannetto S, Pennisi MG, et al. Vorbeugung von Leishmaniose bei Katzen mit einem Polymermatrixhalsband aus Imidacloprid 10 %/Flumethrin 4,5 %. Parasitenvektoren. 2017;10:334.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Diakou A, Di Cesare A, Accettura PM, Barros L, Iorio R, Paoletti B, et al. Darmparasiten und durch Vektoren übertragene Krankheitserreger bei streunenden und freilaufenden Katzen, die auf dem griechischen Festland und auf den Inseln leben. PLoS Negl Trop Dis. 2017;11:e0005335.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Otranto D, Napoli E, Latrofa MS, Annoscia G, Tarallo VD, Greco G, et al. Leishmaniose bei Katzen und Hunden und andere durch Vektoren übertragene Krankheiten auf den Äolischen Inseln: Verbreitung von Krankheitserregern und Vektoren in einer begrenzten Umgebung. Tierarzt Parasitol. 2017;236:144–51.

Artikel PubMed Google Scholar

da Silva SM, Ribeiro VM, Ribeiro RR, Tafuri WL, Melo MN, Michalick MS. Erster Bericht über die vertikale Übertragung von Leishmania (Leishmania) infantum bei einer natürlich infizierten Hündin aus Brasilien. Tierarzt Parasitol. 2009;166:159–62.

Artikel PubMed Google Scholar

Naucke TJ, Amelung S, Lorentz S. Erster Bericht über die Übertragung von Hunde-Leishmaniose durch Bisswunden eines natürlich infizierten Hundes in Deutschland. Parasitenvektor. 2016;9:256.

Artikel Google Scholar

Silva FL, Oliveira RG, Silva TM, Xavier MN, Nascimento EF, Santos RL. Geschlechtsspezifische Übertragung der viszeralen Leishmaniose beim Hund. Tierarzt Parasitol. 2009;160:55–9.

Artikel PubMed Google Scholar

Pennisi MG, Hartmann K, Addie DD, Lutz H, Gruffydd-Jones T, Boucraut-Baralon C, et al. Bluttransfusion bei Katzen: ABCD-Richtlinien zur Minimierung des Risikos infektiöser iatrogener Komplikationen. J Feline Med Surg. 2015;17:588–93.

Artikel PubMed Google Scholar

Basso MA, Marques C, Santos M, Duarte A, Pissarra H, Carreira LM, et al. Erfolgreiche Behandlung der felinen Leishmaniose mit einer Kombination aus Allopurinol und N-Methyl-Glucamin-Antimoniat. JFMS Open Rep. 2016;2:2055116916630002.

PubMed PubMed Central Google Scholar

Migliazzo A, Vitale F, Calderone S, Puleio R, Binanti D, Abramo F. Feline Leishmaniose: ein Fall mit hoher parasitärer Belastung. Tierarzt Dermatol. 2015;26:69–70.

Artikel PubMed Google Scholar

Pepper P, Alves-Pepper S, Barros J, Beard P, Rodrigues A, Pereira MJ, et al. Katzenleishmaniose in Portugal: 3 Fälle (Jahr 2014). Vet Parasitol Reg Stud-Berichte. 2015;1–2:65–9.

PubMed Google Scholar

Pereira A, Maia C. Leishmania-Infektion bei Katzen und feline Leishmaniose: eine aktualisierte Übersicht mit einem Vorschlag für einen Diagnosealgorithmus und Präventionsrichtlinien. Curr Res Parasitol Vector Borne Dis. 2021;1:100035.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Pennisi MG, Hartmann K, Lloret A, Addie D, Belak S, Boucraut-Baralon C, et al. Leishmaniose bei Katzen: ABCD-Richtlinien zur Prävention und Behandlung. J Feline Med Surg. 2013;15:638–42.

Artikel PubMed Google Scholar

Pereira A, Valente J, Parreira R, Cristovao JM, Azinheira S, Campino L, et al. Ein ungewöhnlicher Fall einer felinen Leishmaniose mit Beteiligung der Milchdrüsen. Top Companion Facial Med. 2019;37:100356.

Artikel PubMed Google Scholar

Richter M, Schaarschmidt-Kiener D, Krudewig C. Augenzeichen, Diagnose und Langzeitbehandlung mit Allopurinol bei einer Katze mit Leishmaniose. Schweiz Arch Tierheilkd. 2014;156:289–94.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Leiva M, Lloret A, Pena T, Roura X. Therapie der okulären und viszeralen Leishmaniose bei einer Katze. Tierarzt Ophthalmol. 2005;8:71–5.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Hervas J, de Chacon-Manrique Lara F, Lopez J, Gomez-Villamandos JC, Guerrero MJ, Moreno A. Granulomatöse (pseudotumorale) Iridozyklitis im Zusammenhang mit Leishmaniose bei einer Katze. Tierarztempfehlung. 2001;149:624–5.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Laruelle-Magalon C, Toga I. Ein Fall von Katzenleishmaniose. Medizinische und chirurgische Praxis von Haustieren. 1996;31:255–61.

Google Scholar

Madruga G, Ribeiro AP, Ruiz T, Sousa VRF, Campos CG, Almeida ABPF, et al. Augenmanifestationen von Leishmaniose bei einer Katze: erster Fallbericht aus Brasilien. Arq Bras Med Vet Zootec. 2018;70:1514–20.

Artikel Google Scholar

Francino O, Altet L, Sanchez-Robert E, Rodriguez A, Solano-Gallego L, Alberola J, et al. Vorteile des Echtzeit-PCR-Assays zur Diagnose und Überwachung der Hunde-Leishmaniose. Tierarzt Parasitol. 2006;137:214–21.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Rishniw M, Barr SC, Simpson KW, Frongillo MF, Franz M, Dominguez Alpizar JL. Unterscheidung zwischen sechs Arten von Hunde-Mikrofilarien durch eine einzige Polymerase-Kettenreaktion. Tierarzt Parasitol. 2006;135:303–14.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Kato CY, Chung IH, Robinson LK, Austin AL, Dasch GA, Massung RF. Bewertung des Echtzeit-PCR-Assays zum Nachweis von Rickettsia spp. und Rickettsia rickettsii in klinischen Bankproben. J Clin Microbiol. 2013;51:314–7.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Robinson MT, Morgan ER, Woods D, Shaw SE. Echtzeit- und Multiplex-Echtzeit-Polymerasekettenreaktionen zum Nachweis von Bartonella henselae in Katzenfloh- und Ctenocephalides felis-Proben. Med Vet Entomol. 2010;24:449–55.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Brunner C, Kanellos T, Meli ML, Sutton DJ, Gisler R, Gomes-Keller MA, et al. Antikörperinduktion nach kombinierter Anwendung eines adjuvantierten rekombinanten FeLV-Impfstoffs und eines multivalenten modifizierten Lebendvirusimpfstoffs mit einer Chlamydienkomponente. Impfstoff. 2006;24:1838–46.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Bjornvad CR, Nielsen DH, Armstrong PJ, McEvoy F, Hoelmkjaer KM, Jensen KS, et al. Evaluierung eines Neun-Punkte-Systems zur Bewertung des Körperzustands bei körperlich inaktiven Hauskatzen. Bin J Vet Res. 2011;72:433–7.

Artikel PubMed Google Scholar

Athanasiou LV, Katsogiannou EG, Tsokana CN, Boutsini SG, Bisia MG, Papatsiros VG. Exposition von Wildkaninchen gegenüber Leishmania infantum, Toxoplasma gondii, Anaplasma phagocytophilum und Babesia caballi, nachgewiesen durch Serum- und Kammerwasser-Antikörpernachweis. Mikroorganismen. 2021;9:2616.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Turunen HJ, Leinikki PO, Saari KM. Demonstration der intraokularen Synthese von Immunglobulin-G-Toxoplasma-Antikörpern zur spezifischen Diagnose der toxoplasmatischen Chorioretinitis durch Enzymimmunoassay. J Clin Microbiol. 1983;17:988–92.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Chamaille L, Tran A, Meunier A, Bourdoiseau G, Ready P, Dedet JP. Umweltrisikokartierung der Leishmaniose bei Hunden in Frankreich. Parasitenvektoren. 2010;3:31.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Brito FLC, Alves LC, Maia FCL, Santos ESC, Laus JL, Meunier I. Augenveränderungen bei Hunden, die auf natürliche Weise mit Leishmania (Leishmania) chagasi infiziert sind. Bogen-BHs mit Vet Zootec. 2006;58:768–75.

Artikel Google Scholar

Garcia-Alonso M, Blanco A, Reina D, Serrano FJ, Alonso C, Nieto CG. Immunpathologie der Uveitis bei Hunde-Leishmaniose. Parasitenimmunol. 1996;18:617–23.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

El Goulli AF, Zribi L, Sanhaji R, Chabchoub A, Bouratbine A, Gharbi M, et al. Untersuchung der Augenmanifestationen und der humoralen Immunantwort in den Augen von Hunden mit Leishmaniose. Tierarzt Med Sci. 2022. https://doi.org/10.1002/vms3.982.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Solano-Gallego L, Rodriguez-Cortes A, Iniesta L, Quintana J, Shepherd J, Sword Y, et al. Querschnittsserosurvey der felinen Leishmaniose in Ökoregionen rund um das nordwestliche Mittelmeer. Bin J Trop mit Hyg. 2007;76:676–80.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Ayllon T, Diniz PP, Breitschwerdt EB, Villaescusa A, Rodriguez-Franco F, Sainz A. Durch Vektoren übertragene Krankheiten bei kundeneigenen und streunenden Katzen aus Madrid, Spanien. Von Vektoren übertragene zoonotische Krankheit. 2012;12:143–50.

Artikel PubMed Google Scholar

Pennisi M, Lupo T, Malara D, Masucci M, Migliazzo A, Lombardo G. Serologische und molekulare Prävalenz der Leishmania infantum-Infektion bei Katzen aus Süditalien. J Feline Med Surg. 2012;14:656–7.

Google Scholar

Vita S, Santori D, Aguzzi I, Petrotta E, Luciani A. Feline Leishmaniose und Ehrlichiose: serologische Untersuchung in der Region Abruzzen. Vet Res Commun. 2005;29:319–21.

Artikel PubMed Google Scholar

Navarro JA, Sanchez J, Penafiel-Verdu C, Buendia AJ, Altimira J, Vilafranca M. Histopathologische Läsionen bei 15 Katzen mit Leishmaniose. J Comp Pathol. 2010;143:297–302.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Minard HM, Daniel AK, Pool RR, Snowden KF, Levine GJ. Pathologie in der Praxis: kutane Leishmaniose. J Am Vet Med Assoc. 2017;251:57–9.

Artikel PubMed Google Scholar

Villanueva-Saz S, Giner J, Fernandez A, Alcover MM, Riera C, Fisa R, et al. Serumprotein-Elektrophoretogramm-Profil bei scheinbar gesunden Katzen, die mit Leishmania infantum infiziert sind – Kurze Mitteilung. Acta Vet Hung. 2022. https://doi.org/10.1556/004.2021.00055.

Artikel PubMed Google Scholar

Tamamoto T, Ohno K, Takahashi M, Nakashima K, Fujino Y, Tsujimoto H. Serumamyloid A als prognostischer Marker bei Katzen mit verschiedenen Krankheiten. J Vet Diagn Invest. 2013;25:428–32.

Artikel PubMed Google Scholar

Pennisi MG, Persichetti MF. Katzenleishmaniose: Ist die Katze ein kleiner Hund? Tierarzt Parasitol. 2018;251:131–7.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Maia C, Sousa C, Ramos C, Cristovao JM, Faisca P, Campino L. Erster Fall von feliner Leishmaniose, verursacht durch Leishmania infantum Genotyp E bei einer Katze mit gleichzeitigem Plattenepithelkarzinom der Nase. JFMS Open Rep. 2015;1:2055116915593969.

PubMed PubMed Central Google Scholar

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Teile dieses Fallberichts wurden als „Mystery Case“ auf dem ECVCP-Kongress in Belgrad, Serbien (5.–8. Oktober 2022) vorgestellt. Die Autoren danken Anna Sophia Müller MB, BCh, BAO, für die sprachliche Bearbeitung.

Diese Forschung erhielt keine spezifische Förderung von einer Förderagentur im öffentlichen, kommerziellen oder gemeinnützigen Sektor.

LABOKLIN GmbH and Co. KG, Bad Kissingen, Germany

Ingo Schäfer, Heike Aupperle-Lellbach, Gerhard Loesenbeck, Michaela Gentil, Elisabeth Müller & Torsten J. Naucke

Kleintierpraxis Dr. Fritz Gräßer, Großostheim, Deutschland

Albert Schmidt & Fritz Gräßer

Tierärztliches Augenzentrum Frankfurt-Kalbach, Frankfurt, Germany

Andrea Schieszler

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Die im Manuskript enthaltene Katze wurde AS, FG und ASch vorgestellt. IS hat die Studie initiiert, die Daten ausgewertet und das Manuskript verfasst. MG fügte Einzelheiten zu molekularen Tests hinzu. HAL und GL führten die histopathologischen Untersuchungen an beiden Augen durch. EM und TN überwachten die Studie. Alle Autoren haben das Manuskript überprüft. Alle Autoren haben das endgültige Manuskript gelesen und genehmigt.

Korrespondenz mit Ingo Schäfer.

Unzutreffend.

Der Besitzer der genannten Katze stimmte der Veröffentlichung dieser Studie, Abbildungen und Tabellen zu. Neben der Untersuchung durch die behandelnden Tierärzte AS, FG und ASch wurden für die weitere Diagnostik nur überschüssige Proben verwendet.

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden Interessen haben.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

: Kapillarelektrophorese von Serumproteinen bei einer 6-jährigen Europäischen Kurzhaarkatze, die mit Leishmania infanum infiziert war, mit polyklonalen Peaks im Alpha-2- (roter Kreis) und Gamma-Bereich (blauer Kreis).

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Nachdrucke und Genehmigungen

Schäfer, I., Schmidt, A., Gräßer, F. et al. Feline Leishmaniose mit Schwerpunkt auf Augenmanifestation: ein Fallbericht. Parasites Vectors 16, 161 (2023). https://doi.org/10.1186/s13071-023-05741-0

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Eingegangen: 21. Januar 2023

Angenommen: 15. März 2023

Veröffentlicht: 12. Mai 2023

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-023-05741-0

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